способ повышения неспецифической резистентности организма

Формула изобретения

1. Способ повышения неспецифической резистентности организма, включающий введение лекарственного препарата, отличающийся тем, что в качестве лекарственного препарата используют аскорбиген, который вводят курсами в дозе 10 мг/кг ежедневно в течение 5-30 дней.

2. Способ по п.1, отличающийся тем, что аскорбиген вводят после окончания курса моно- или полихимиотерапии цитотоксическими препаратами.

3. Способ по п.1, отличающийся тем, что аскорбиген вводят при бактериальной инфекции.

4. Способ по п.1, отличающийся тем, что аскорбиген вводят при аллопеции, вызванной цитотоксическими препаратами.

Описание изобретения к патенту

Изобретение относится к медицине и может быть использовано во всех случаях, когда необходимо повысить резистентность организма: для предупреждения инфекций и терапии больных, страдающих инфекционными и воспалительными заболеваниями; для химиопрофилактики канцерогенеза и терапии онкологических больных, для улучшения результатов терапии больных, страдающих аутоиммунными заболеваниями; для ускорения восстановления нормального функционирования органов и тканей (кроветворение, иммунореактивность, желудочно-кишечный тракт, волосяной покров), пораженных в результате побочного действия лекарств; для повышения сопротивляемости к токсическим веществам.

Известно, что в настоящее время сопротивляемость многих людей к инфекциям, онкологическим заболеваниям и токсическим веществам снижена. Специфические методы повышения сопротивляемости организма, такие как вакцинация, часто не эффективны. Поэтому актуальной задачей является поиск препаратов, неспецифически повышающих резистентность организма или потенцирующих действие специфических стимуляторов. Результаты терапии многих пациентов, страдающих инфекционными и онкологическими заболеваниями, с помощью имеющихся средств часто являются неудовлетворительными, в частности, в связи с устойчивостью к лекарствам и защитным силам организма патогенных микроорганизмов и опухолевых клеток, имеющей различную природу и интенсивность (врожденная, приобретенная, частичная, полная, к одному, нескольким или всем существующим препаратам). В связи с этим актуальной является задача разработки препаратов, потенцирующих действие имеющихся лекарств, помогающих последним проявлять свою активность.

Наконец, при использовании практически всех противоинфекционных и особенно противоопухолевых препаратов могут развиваться побочные эффекты различной степени тяжести. Так, побочные эффекты противоопухолевых цитостатиков составляют самую большую часть всех ятрогенных заболеваний. Например, эффективный цитостатик ЦИКЛОФОСФАМИД, широко применяющийся самостоятельно и в комбинациях с другими лекарствами и облучением для лечения пациентов, страдающих онкологическими, аутоиммунными и воспалительными заболеваниями, часто вызывает нейтропению, иммунодепрессию, поражение слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта и облысение [Sartori S., et al, 2000]. В результате этого понижается противоинфекционная сопротивляемость и резко увеличивается риск развития инфекционных осложнений, часто в результате проникновения патогенных микроорганизмов из просвета кишки в кровь [N.M. Blijlevens, J.P. Donnelly, and 3-Е. de Pauw, 2001]. В настоящее время не существует эффективных препаратов для профилактики и лечения вызванного радиохимиотерапией поражения слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта (мукозит) [Woo Р.С., et al, 2000]. Разработка таких препаратов необходима для улучшения результатов и безопасности лечения цитостатиками.

Известен способ повышения неспецифической резистентности организма путем введения ОЛЕКСИНА. Этот препарат представляет собой очищенный водный экстракт из листьев персика. Его активность связывают с веществами фенольной структуры, в частности флавоноидами (Добрица В.П. и др. 2001). Недостатком способа является часто развивающаяся индивидуальная непереносимость. Нет сведений о его воздействии на токсическую алопецию и иммунные клетки кишечника. Фармакокинетика ОЛЕКСИНА не может быть полностью охарактеризована, а действие на иммунологический статус может приводить к неожиданным эффектам.

Сущность изобретения состоит в том, что назначают аскорбиген в дозе 10 мг/кг, в течение 5-30 дней.

Аскорбиген является одним из наиболее важных соединений, образующихся при обработке растений семейства крестоцветных. К семейству крестоцветных (Cruciferous) относятся все виды кочанной капусты, брюссельская и цветная капуста, брокколи, репа, брюква, редиска и другие овощи. Растения этого семейства интенсивно используются в питании человека. Эпидемиологические и экспериментальные данные, в частности, указывают на то, что недостаток этих овощей в пище способствует развитию заболеваний, в частности некоторых видов рака, а присутствие в достаточном количестве, наоборот, обеспечивает антиканцерогенные свойства [Graham S., et al, 1978; Wattenberg L.W., et al, 1975; Stoewsand G.S., Babish J.B. and Wimberly H.C., 1978; Wattenberg L.W, 1983; Boyd J.N, Babish J.G. and Stoewsand G.S., 1982].

Аскорбиген, 2-С-(индол-3-ил)метил--L-ксило-гекс-3-улофуранозоно-1,4-лактон получают синтетически из L-аскорбиновой кислоты и индолил-3-карбинола. Это индивидуальное оптически активное соединение (Муханов В.И. и др., 1984). Синтетический продукт по данным ЯМР, ВЭЖХ и ТСХ полностью идентичен природному.

Существенными признаками предложения являются режим и параметры способа. В специальных исследованиях показано, что увеличение дозы приводит к токсическому эффекту, а уменьшение дозы приводит к снижению заявленного эффекта. Укорочение сроков введения препарата снижает эффективность воздействия, а удлинение сроков введения не приводит к усилению эффективности.

Ниже приводятся результаты исследований, подтверждающие преимущества заявленного способа.

1. Влияние аскорбигена на клетки Панета, участвующие в формировании врожденного иммунитета, и защитную функцию слизистой оболочки тонкой кишки.

Материалы и методы:

Исследование проведено на 30 мышах С₅₇В1 и на 20 мышах-гибридах F₁ (СВАxС₅₇В1) самцах массой тела 20-22 грамма.

Животные получали аскорбиген в разовых дозах от 10 до 1000 мг/кг в желудок в течение 14 дней. По окончании курса введений животных забивали. Участки тонкой кишки фиксировали в 10%-ном растворе нейтрального формалина, по стандартной методике заливали в парафин, короткие серии срезов окрашивали гематоксилин-эозином.

Результаты:

На первые сутки после 14-кратного введения препарата в слизистой оболочке тонкой кишки было найдено резкое увеличение числа клеток Панета. В части желез они располагались не только в области дна железы, но и выполняли полностью крипту вплоть до шейки железы. Если в норме соотношение клеток Панета и камбиальных элементов цилиндрического эпителия составляет 1:1, то при применении аскорбигена оно увеличивается до 2:1.

Количество эозинофильных гранул в клетках Панета и их размеры также резко увеличивались. Просвет крипты железы был расширен и заполнен гранулами, выделившимися из клеток Панета путем эндоцитоза.

В области ворсинок кишечного эпителия увеличивалось число бокаловидных клеток.

В собственной пластинке слизистой оболочки тонкой кишки было выявлено разрастание капиллярной сети по типу развития молодой грануляционной ткани.

Отмечено также увеличение числа интраэпителиальных лимфоцитов до 3-5 на железу, тогда как у интактных животных оно составляет 1 на несколько желез.

Таким образом, увеличение числа и усиление активности клеток Панета, увеличение количества интраэпителиальных лимфоцитов, утолщение собственной пластинки слизистой оболочки и увеличение слизеобразующих бокаловидных клеток позволяет предположить, что препарат аскорбиген, примененный перорально в виде 14-дневного курса в разовых дозах от 10 до 1000 мг/кг, обладает способностью усиливать защитную функцию слизистой оболочки тонкой кишки.

2. Влияние аскорбигена на процессы репарации повреждений слизистой оболочки тонкой кишки, вызванных введением ЦИКЛОФОСФАМИДА.

Материалы и методы:

Исследование проведено на 32 мышах-гибридах F₁ (CBAxC₅₇B1) самцах массой тела 20-22 грамма. Животные были разбиты на 4 группы, каждая из которых содержала по 8 мышей:

1. Группа интактного контроля.

2. Группа мышей, получавших аскорбиген per os в дозе 100 мг/кг в течение 14 дней.

3. Группа положительного контроля, в которой животные получали ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг.

4. Группа мышей, которым ЦФ вводили однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг (МПД), а через 24 часа начинали пероральное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг в течение 14 дней.

На первый день после 14-дневного курса введений аскорбигена (16 день эксперимента) животные в опытных и контрольных группах были забиты, участки тонкой кишки фиксировали в 10%-ном нейтральном формалине, заливали в парафин, срезы окрашивали гематоксилин-эозином.

Результаты:

У животных, получавших ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг, на 16 сутки после введения в тонкой кишке сохранялись признаки повреждения слизистой оболочки. Они выражались в виде крупных очагов деструкции эпителия желез, расположенных главным образом в области крипт. В ряде желез просвет крипт резко расширен, в просвете - клеточный детрит и большое количество крупных эозинофильных гранул. В зонах повреждения клетки Панета находились в состоянии балонной дистрофии. Их число резко увеличено. Они расположены не только в области дна желез, но распространялись вплоть до шейки, увеличены в размерах и заполнены множеством гранул. Часть клеток Панета - в состоянии деструкции.

Ворсинки слизистой оболочки в области повреждения истончены, отдельные - в состоянии деструкции.

В собственной пластинке слизистой оболочки отмечена гибель клеток, истончение волокнистых структур, образование кистоподобных полостей разных размеров.

В зонах регенерации, которые встречаются наряду с очагами деструкции, число клеток Пакета не отличалось от нормы. Они содержали небольшое количество мелких эозинофильных гранул.

В области ворсинок регенерация происходила быстрее, чем в области крипт. Регенерировавшие ворсинки короткие, немногочисленные.

14-дневное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг per os после однократного внутрибрюшинного введения ЦФ в дозе 200 мг/кг приводило на 16 сутки эксперимента к практически полному восстановлению структуры ворсинок и собственной пластинки слизистой оболочки. Их повреждение выражалось лишь в наличии небольших очагов отека. На отдельных ворсинках в области верхушки сохранялись зоны некроза цилиндрического эпителия.

В области крипт сохранились единичные кисты. Клетки Пакета по морфологическому строению и количеству не отличались от интактного контроля. В части желез встречались клетки Панета в состоянии вакуольной дистрофии.

Таким образом, пероральное применение аскорбигена в виде 14-дневного курса в разовой дозе 100 мг/кг приводит к ускорению процессов репарации повреждений слизистой оболочки тонкой кишки, вызываемых однократным введением ЦФ в дозе 200 мг/кг.

3. Влияние аскорбигена на процессы репарации повреждений структуры лимфоидных органов, вызванных введением ЦИКЛОФОСФАМИДА.

Материалы и методы:

Исследование проведено на 24 мышах-гибридах F₁ (СВАxС₅₇В1) самцах массой тела 20-22 грамма. Животные были разбиты на 3 группы, каждая из которых содержала по 8 мышей:

1. Группа интактного контроля.

2. Группа положительного контроля, в которой животные получали ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг.

3. Группа мышей, которым ЦФ вводили однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг (МПД), а через 24 часа начинали пероральное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг в течение 14 дней.

На первый день после 14-дневного курса введений аскорбигена (16 день эксперимента) животные в опытных и контрольных группах были забиты, тимус, селезенку и лимфоузлы фиксировали в 10%-ном нейтральном формалине, заливали в парафин, срезы окрашивали гематоксилин-эозином.

Результаты:

Тимус.

ЦИКЛОФОСФАМИД. При однократном внутрибрюшинном введении ЦФ в МПД на 7 сутки в тимусе отмечено некоторое сужение корковой зоны, умеренная атрофия лимфоидной ткани как в корковой, так и в мозговой зонах, появление кистоподобно растянутых синусов в мозговой зоне и на границе с корковой. Умеренная атрофия лимфоидной ткани корковой и мозговой зон тимуса сохраняется в течение двух недель после введения препарата.

ЦФ + Аскорбиген. 14-дневное введение аскорбигена после однократного применения ЦФ уменьшало повреждающее действие последнего на лимфоидную ткань тимуса. Повреждающее действие на 15 сутки после применения ЦФ выражалось лишь в небольшой атрофии лимфоидной ткани в мозговой зоне.

Селезенка.

ЦИКЛОФОСФАМИД. Введение ЦФ приводило к 7 суткам наблюдения к умеренной атрофии лимфоидной ткани, которая сохранялась до 15 суток эксперимента. Количество мегакариобластов и мегакариоцитов на 7 сутки несколько увеличено. К 15 суткам оно существенно возрастает. Очаги экстрамедуллярного кроветворения на 7 сутки встречаются не чаще, чем в контроле. Через 2 недели после однократного введения ЦФ их становится значительно больше.

ЦФ + Аскорбиген. При применении аскорбигена в виде 14-дневного курса на следующий день после однократного введения ЦФ на 1 сутки по окончании введений аскорбигена (15 сутки после введения ЦФ) число очагов экстрамедуллярного кроветворения увеличивалось во много раз. При этом они были, в основном, миелоцитарного типа. Количество мегакариоцитов и мегакариобластов также возрастало. Никаких признаков атрофии лимфоидной ткани не выявлено.

Лимфоузел.

ЦИКЛОФОСФАМИД. На 7 сутки после введения ЦФ в лимфоузлах была найдена умеренная атрофия лимфоидной ткани в корковой зоне, которая сохранялась до 15 суток наблюдения. К 15 суткам под капсулой лимфоузла можно видеть небольшие очаги склероза. В мозговой зоне встречались очаги миелоидного кроветворения.

ЦФ + Аскорбиген. Структура лимфоузлов не отличается от контроля.

Таким образом, пероральное введение аскорбигена в дозе 100 мг/кг в течение 14 дней после однократного внутрибрюшинного введения ЦИКЛО-ФОСФАМИДА позволяет ускорить восстановление лимфоидной ткани тимуса, селезенки и лимфоузлов.

4. Влияние АСКОРБИГЕНА на лейкоцитопению у мышей, вызванную применением ЦИКЛОФОСФАМИДА.

Материалы и методы.

Исследования проведены на мышах-гибридах F₁ (CBAxC₅₇Black) самцах массой тела 18-22 грамма, полученных из центрального питомника РАМН “Крюково”.

Животных содержали в виварии НИИНА им. Г.Ф. Гаузе РАМН на стандартном пищевом рационе брикетированных экструзированных кормов со свободным доступом к питьевой воде.

Циклофосфамид (аптечный ЦИКЛОФОСФАМИД) растворяли в физ. растворе и вводили однократно внутрибрюшинно в дозе 300 мг/кг в сутки 0.

Субстанцию АСКОРБИГЕНА растворяли в воде и в 1%-ной концентрации вводили в желудок при помощи шприца с металлической канюлей в дозе 100 мг/кг ежедневно в течение 14 дней, начиная с нулевых суток.

Ежедневно следили за состоянием и поведением животных, на 3, 5, 8, 11 и 16 сутки определяли массу животных и брали периферическую кровь из хвоста для определения общего количества лейкоцитов.

Результаты.

Показано, что ЦИКЛОФОСФАМИД к 3 суткам приводит к снижению общего количества лейкоцитов до 500-1500 клеток в мм³. Наблюдается второе снижение лейкоцитов до 7-10,5 тыс. клеток в мм³. Восстановление до нормы происходит к 15-16 суткам. (Фиг. 1)

Применение АСКОРБИГЕНА в указанном выше режиме не влияло на уровень общего количества лейкоцитов.

Применение АСКОРБИГЕНА после ЦИКЛОФОСФАМИДА предотвращало развитие глубокой цитопении к 3-м суткам. Уровень лейкоцитов на этот срок составлял 1-3 тыс. клеток в мм³. Восстановление нормального количества лейкоцитов наступало к 6 суткам. Повторного снижения количества лейкоцитов не наблюдалось. Подсчет лейкоцитарной формулы показал, что восстановление уровня лейкоцитов происходит за счет нейтрофилов.

В группе животных, получавших ЦИКЛОФОСФАМИД, с 2-х суток развивался понос, а к 5-м суткам отмечалось снижение массы тела на 10%. (Фиг. 2) Восстановление массы тела до исходного уровня происходило лишь к 12-м суткам. При применении АСКОРБИГЕНА на фоне ЦИКЛОФОСФАМИДА у животных диарея была менее выраженная и кратковременная. Снижения массы тела животных в этой группе не наблюдалось.

Заключение.

Применение АСКОРБИГЕНА в дозе 100 мг/кг ежедневно в течение 14 дней перорально после однократного внутрибрюшинного применения ЦИК-ЛОФОСФАМИДА в дозе 300 мг/кг ускоряет восстановление показателей периферической крови до нормы, а также способствует снижению кишечной токсичности последнего.

5. Противобактериальная активность аскорбигена (АСГ).

Материалы и методы:

В работе использовали мышат-сосунков колонии SHK в возрасте 3-4 дней. Беременные самки SHK получены из вивария ВНИХФИ (собственная разводка). За самками велось ежедневное наблюдение, сроки родов фиксировали.

Для получения сепсиса 3-4-дневным мышатам орально (через эластичный зонд) вводили бактериальную культуру в дозе 510⁶ КОЕ/мышь. Через 24 часа мышат осматривали, учитывали % гибели животных; далее мышат в стерильных условиях вскрывали и делали высевы на питательные среды путем отпечатков органов - селезенки, печени, почек. Кроме того, всегда брали для посева из сердца кровь. Для Staphylococcus aureus использовали желточно-солевой агар (МЖСА); для высева Гр^- культур - среду Левина. Для изучения профилактического действия АСГ новорожденных мышат в помете условно делили на 2 группы; в первой группе мышатам, начиная с 3-4-дневного возраста, орально (через эластичный зонд) вводили АСГ (из расчета 100 мг/кг) в течение 7-8 дней. Вторая группа являлась контрольной (без введения АСГ). Мышам в двух группах одновременно орально вводили Staphylococcus aureus (клинический изолят) в дозе 510⁶ КОЕ/мышь. Через 24 часа наблюдений учитывали гибель животных; мышат, включая павших, в стерильных условиях вскрывали, путем отпечатков сеяли органы и кровь из сердца на МЖСА.

Результаты:

В результате орального заражения Staphylococcus aureus в дозе 510⁶ КОЕ 3-4 дневных мышат отмечалась гибель животных в 20-37,5% случаев.

При высеве на селективную питательную среду (МЖСА) фиксировали положительный или отрицательный высев (см. таблицу, чертеж).

Из данных таблицы видно, что предварительное/профилактическое введение АСГ в течение 7 дней сопровождалось снижением % высева из печени, почек и селезенки более чем в 2 раза, а из крови в 3 раза по сравнению с контролем (животными, не получавшими АСГ).

В предварительных опытах с использованием для заражения мышат Гр-культур бактерий (Е. coli, Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae) также отмечалось резкое снижение высеваемости, особенно выраженное при посеве крови.

На мышатах-сосунках было показано положительное влияние АСГ на восстановление микрофлоры кишечника при дисбактериозе. Оральное введение мышатам с неспецифическим энтеритом, сопровождающимся диареей, АСГ (в дозе 100 мг/кг) в течение 3-х дней полностью прекращало диарею. Мышата начинали активно есть, больше двигаться. Продолжение введения АСГ до 10 дней способствовало улучшению количественных показателей микрофлоры кишечника. Так, например, у мышат, не получавших АСГ, содержание кишечной палочки (Е. coli), основного представителя нормальной микрофлоры кишечника, соответствовало 10⁴ КОЕ на 1 г фекалий. После 10-дневного курса АСГ (100 мг/кг, орально, ежедневно) содержание Е. coli увеличивалось до 10⁵ КОЕ на 1 г фекалий. Количественные показатели анаэробной флоры также приближались к норме. Уровень бифидобактерий (bifidobacterium) и лактобацилл (lactobacilli) увеличивался с 10⁴ КОЕ и 10⁷ КОЕ до 10⁵ КОЕ и 10⁸ КОЕ на 1 г фекалий соответственно. Следует отметить, что мышата, не получавшие АСГ, погибали в 80% случаев.

6. Влияние аскорбигена на алопецию, вызванную введением циклофосфамида (ЦФ)

Применение цитостатиков, в частности ЦФ, часто сопровождается развитием симптоматической алопеции (Алопеция симптоматическая - полное или частичное выпадение волос, развивающееся как симптом или осложнение при каких-либо заболеваниях, интоксикациях или повреждениях кожи) (син.: симптоматическая атрихия, симптоматический атрихоз, симптоматическое облысение, симптоматическая пелада, симптоматическая плешивость). На модели нами показано, что введение 200 мг/кг ЦФ внутрибрюшинно мышатам-сосункам на 8-9 день от рождения сопровождается через следующие 4-5 дня полной потерей волосяного покрова. Предварительное введение аскорбигена в дозе 100 мг/кг в течение 5 дней до инъекции ЦФ снижает выраженность (интенсивность) алопеции, а последующее введение аскорбигена способствует более интенсивному восстановлению волосяного покрова (фиг. 1). Мышата полностью восстанавливали волосяной покров на 3-4 дня раньше животных контрольной группы (без введения аскорбигена).

Это было подтверждено морфологическими исследованиями. При микроскопическом изучении в группе положительного контроля (мыши, получившие ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 100 мг/кг) в коже был найден ряд патологических изменений. Они выражались в истончении слоя эпидермиса, умеренном отеке и фрагментации коллагеновых волокон дермы. В части волосяных фолликулов волос отсутствовал. При этом отдельные клетки матричного (камбиального) слоя и мышца, поднимающая волос, находились в состоянии атрофии.

У мышей, получавших аскорбиген до и после введения ЦФ, эпидермис был без признаков повреждения, отек дермы отсутствовал, структура коллагеновых волокон дермы и придатков кожи без особенностей. Клетки матричного слоя волосяного фолликула и мышца, поднимающая волос, не отличались от нормы

Таким образом, применение аскорбигена в изученных дозе и режиме предотвращало развитие атрофических изменений в коже новорожденных мышей, возникающих под влиянием ЦФ.

Сущность изобретения поясняется следующими примерами.

Пример 1.

Исследование проведено на 30 мышах C₅₇B1 и на 20 мышах-гибридах F₁ (СВАxС₅₇В1) самцах массой тела 20-22 грамма.

Животные получали аскорбиген в разовых дозах от 10 до 1000 мг/кг в желудок в течение 14 дней. По окончании курса введений животных забивали. Участки тонкой кишки фиксировали в 10%-ной растворе нейтрального формалина, по стандартной методике заливали в парафин, короткие серии срезов окрашивали гематоксилин-эозином.

На первые сутки после 14-кратного введения препарата в слизистой оболочке тонкой кишки было найдено резкое увеличение числа клеток Панета. В части желез они располагались не только в области дна железы, но и выполняли полностью крипту вплоть до шейки железы. Если в норме соотношение клеток Панета и камбиальных элементов цилиндрического эпителия составляет 1:1, то при применении аскорбигена оно увеличивается до 2:1. Количество эозинофильных гранул в клетках Панета и их размеры также резко увеличивались. Просвет крипты железы был расширен и заполнен гранулами, выделившимися из клеток Панета путем эндоцитоза.

В области ворсинок кишечного эпителия увеличивалось число бокаловидных клеток.

В собственной пластинке слизистой оболочки тонкой кишки было выявлено разрастание капиллярной сети по типу развития молодой грануляционной ткани.

Отмечено также увеличение числа интраэпителиальных лимфоцитов до 3-5 на железу, тогда как у интактных животных оно составляет 1 на несколько желез.

Таким образом, увеличение числа и усиление активности клеток Панета, увеличение количества интраэпителиальных лимфоцитов, утолщение собственной пластинки слизистой оболочки и увеличение слизеобразующих бокаловидных клеток позволяет предположить, что препарат аскорбиген, примененный перорально в виде 14-дневного курса в разовых дозах от 10 до 1000 мг/кг, обладает способностью усиливать защитную функцию слизистой оболочки тонкой кишки.

Пример 2.

Группа мышей-гибридов F₁ (СВАxС₅₇В1) самцов массой тела 20-22 грамма получала ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг (МПД), а через 24 часа начинали пероральное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг в течение 14 дней.

На первый день после 14-дневного курса введений животные были забиты, участки тонкой кишки фиксировали в 10%-ном нейтральном формалине, заливали в парафин, срезы окрашивали гематоксилин-эозином.

У животных, получавших ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг, на 16 сутки после введения в тонкой кишке сохранялись признаки повреждения слизистой оболочки. Они выражались в виде крупных очагов деструкции эпителия желез, расположенных главным образом в области крипт. В ряде желез просвет крипт резко расширен, в просвете - клеточный детрит и большое количество крупных эозинофильных гранул. В зонах повреждения клетки Панета находились в состоянии балонной дистрофии. Их число резко увеличено. Они расположены не только в области дна желез, но распространялись вплоть до шейки, увеличены в размерах и заполнены множеством гранул. Часть клеток Панета - в состоянии деструкции.

Ворсинки слизистой оболочки в области повреждения истончены, отдельные - в состоянии деструкции.

В собственной пластинке слизистой оболочки отмечена гибель клеток, истончение волокнистых структур, образование кистоподобных полостей разных размеров.

В зонах регенерации, которые встречаются наряду с очагами деструкции, число клеток Панета не отличалось от нормы. Они содержали небольшое количество мелких эозинофильных гранул.

В области ворсинок регенерация происходила быстрее, чем в области крипт. Регенерировавшие ворсинки короткие, немногочисленные.

14-дневное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг per os после однократного внутрибрюшинного введения ЦФ в дозе 200 мг/кг приводило на 16 сутки эксперимента к практически полному восстановлению структуры ворсинок и собственной пластинки слизистой оболочки.

Таким образом, пероральное применение аскорбигена в виде 14-дневного курса в разовой дозе 100 мг/кг приводит к ускорению процессов репарации повреждений слизистой оболочки тонкой кишки, вызываемых однократным введением ЦФ в дозе 200 мг/кг.

Пример 3.

Группе мышей-гибридов F₁ (CBAxC₅₇B1) самцов массой тела 20-22 грамма ЦФ вводили однократно внутрибрюшинно в дозе 200 мг/кг (МПД), а через 24 часа начинали пероральное введение аскорбигена в разовой дозе 100 мг/кг в течение 14 дней.

На первый день после 14-дневного курса введений аскорбигена (16 день эксперимента) животные в опытных и контрольных группах были забиты, тимус, селезенку и лимфоузлы фиксировали в 10%-ном нейтральном формалине, заливали в парафин, срезы окрашивали гематоксилин-эозином.

Тимус.

ЦИКЛОФОСФАМИД. При однократном внутрибрюшинном введении ЦФ в МПД на 7 сутки в тимусе отмечено некоторое сужение корковой зоны, умеренная атрофия лимфоидной ткани как в корковой, так и в мозговой зонах, появление кистоподобно растянутых синусов в мозговой зоне и на границе с корковой. Умеренная атрофия лимфоидной ткани корковой и мозговой зон тимуса сохраняется в течение двух недель после введения препарата.

ЦФ + Аскорбиген. 14-дневное введение аскорбигена после однократного применения ЦФ уменьшало повреждающее действие последнего на лимфоидную ткань тимуса. Повреждающее действие на 15 сутки после применения ЦФ выражалось лишь в небольшой атрофии лимфоидной ткани в мозговой зоне.

Селезенка.

ЦИКЛОФОСФАМИД. Введение ЦФ приводило к 7 суткам наблюдения к умеренной атрофии лимфоидной ткани, которая сохранялась до 15 суток эксперимента. Количество мегакариобластов и мегакариоцитов на 7 сутки несколько увеличено. К 15 суткам оно существенно возрастает. Очаги экстрамедуллярного кроветворения на 7 сутки встречаются не чаще, чем в контроле. Через 2 недели после однократного введения ЦФ их становится значительно больше.

ЦФ + Аскорбиген. При применении аскорбигена в виде 14-дневного курса на следующий день после однократного введения ЦФ на 1 сутки по окончании введений аскорбигена (15 сутки после введения ЦФ) число очагов экстрамедуллярного кроветворения увеличивалось во много раз. При этом они были, в основном, миелоцитарного типа. Количество мегакариоцитов и мегакариобластов также возрастало. Никаких признаков атрофии лимфоидной ткани не выявлено.

Лимфоузел.

ЦИКЛОФОСФАМИД. На 7 сутки после введения ЦФ в лимфоузлах была найдена умеренная атрофия лимфоидной ткани в корковой зоне, которая сохранялась до 15 суток наблюдения. К 15 суткам под капсулой лимфоузла можно видеть небольшие очаги склероза. В мозговой зоне встречались очаги миелоидного кроветворения.

ЦФ + Аскорбиген. Структура лимфоузлов не отличается от контроля.

Таким образом, пероральное введение аскорбигена в дозе 100 мг/кг в течение 14 дней после однократного внутрибрюшинного введения ЦИКЛО-ФОСФАМИДА позволяет ускорить восстановление лимфоидной ткани тимуса, селезенки и лимфоузлов.

Пример 4.

Мышам-гибридам F₁ (CBAxC₅₇B1) самцам массой тела 18-22 грамма вводили однократно ЦФ внутрибрюшинно, в дозе 300 мг/кг в сутки 0.

Субстанцию АСКОРБИГЕНА вводили в желудок при помощи шприца с металлической канюлей в дозе 100 мг/кг ежедневно в течение 14 дней, начиная с нулевых суток.

Ежедневно следили за состоянием и поведением животных, на 3, 5, 8, 11 и 16 сутки определяли массу животных и брали периферическую кровь из хвоста для определения общего количества лейкоцитов.

Показано, что ЦИКЛОФОСФАМИД к 3 суткам приводит к снижению общего количества лейкоцитов до 500-1500 клеток в мм³. Наблюдается второе снижение лейкоцитов до 7-10,5 тыс. клеток в мм³. Восстановление до нормы происходит к 15-16 суткам.

Применение АСКОРБИГЕНА в указанном выше режиме не влияло на уровень общего количества лейкоцитов.

Применение АСКОРБИГЕНА после ЦИКЛОФОСФАМИДА предотвращало развитие глубокой цитопении к 3-м суткам. Уровень лейкоцитов на этот срок составлял 1-3 тыс. клеток в мм³. Восстановление нормального количества лейкоцитов наступало к 6 суткам. Повторного снижения количества лейкоцитов не наблюдалось. Подсчет лейкоцитарной формулы показал, что восстановление уровня лейкоцитов происходит за счет нейтрофилов.

В группе животных, получавших ЦИКЛОФОСФАМИД, с 2-х суток развивался понос, а к 5-м суткам отмечалось снижение массы тела на 10%. (Фиг. 2) Восстановление массы тела до исходного уровня происходило лишь к 12-м суткам. При применении АСКОРБИГЕНА на фоне ЦИКЛОФОСФАМИДА у животных диарея была менее выраженная и кратковременная. Снижения массы тела животных в этой группе не наблюдалось.

Применение АСКОРБИГЕНА в дозе 100 мг/кг ежедневно в течение 14 дней перорально после однократного внутрибрюшинного применения ЦИКЛОФОСФАМИДА в дозе 300 мг/кг ускоряет восстановление показателей периферической крови до нормы, а также способствует снижению кишечной токсичности последнего.

Пример 5.

Для получения сепсиса 3-4 дневным мышатам орально (через эластичный зонд) вводили бактериальную культуру в дозе 510⁶ КОЕ/мышь. Через 24 часа мышат осматривали, учитывали % гибели животных; далее мышат в стерильных условиях вскрывали и делали высевы на питательные среды путем отпечатков органов - селезенки, печени, почек. Кроме того, всегда брали для посева из сердца кровь. Для Staphylococcus aureus использовали желточно-солевой агар (МЖСА); для высева Гр^- культур - среду Левина. Для изучения профилактического действия АСГ новорожденных мышат в помете условно делили на 2 группы; в первой группе мышатам, начиная с 3-4-дневного возраста, орально (через эластичный зонд) вводили АСГ (из расчета 100 мг/кг) в течение 7-8 дней. Вторая группа являлась контрольной (без введения АСГ). Мышам в двух группах одновременно орально вводили Staphylococcus aureus (клинический изолят) в дозе 510⁶ КОЕ/мышь. Через 24 часа наблюдений учитывали гибель животных; мышат, включая павших, в стерильных условиях вскрывали, путем отпечатков сеяли органы и кровь из сердца на МЖСА.

В результате орального заражения Staphylococcus aureus в дозе 510⁶ КОЕ 3-4-дневных мышат отмечалась гибель животных в 20-37,5% случаев. При высеве на селективную питательную среду (МЖСА) фиксировали положительный или отрицательный высев. Выявлено, что предварительное/профилактическое введение АСГ в течение 7 дней сопровождалось снижением % высева из печени, почек и селезенки более чем в 2 раза, а из крови в 3 раза по сравнению с контролем (животными, не получавшими АСГ).

В предварительных опытах с использованием для заражения мышат Гр^- культур бактерий (Е. coli, Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae) также отмечалось резкое снижение высеваемости, особенно выраженное при посеве крови.

На мышатах-сосунках было показано положительное влияние АСГ на восстановление микрофлоры кишечника при дисбактериозе. Оральное введение мышатам с неспецифическим энтеритом, сопровождающимся диареей, АСГ (в дозе 100 мг/кг) в течение 3-х дней полностью прекращало диарею. Мышата начинали активно есть, больше двигаться. Продолжение введения АСГ до 10 дней способствовало улучшению количественных показателей микрофлоры кишечника. Так, например, у мышат, не получавших АСГ, содержание кишечной палочки (Е. coli), основного представителя нормальной микрофлоры кишечника, соответствовало 10⁴ КОЕ на 1 г фекалий. После 10-дневного курса АСГ (100 мг/кг, орально, ежедневно) содержание Е. coli увеличивалось до 10⁵ КОЕ на 1 г фекалий. Количественные показатели анаэробной флоры также приближались к норме. Уровень бифидобактерий (bifidobacterium) и лактобацилл (lactobacilli) увеличивался с 10⁴ КОЕ и 10⁷ КОЕ до 10⁵ КОЕ и 10⁸ КОЕ на 1 г фекалий соответственно. Следует отметить, что мышата, не получавшие АСГ, погибали в 80% случаев.

Пример 6.

Мышатам-сосункам на 8-9 день от рождения вводили 200 мг/кг ЦФ внутрибрюшинно. Через 4-5 дней у них отмечалась полная потеря волосяного покрова. Предварительное введение аскорбигена в дозе 100 мг/кг в течение 5 дней до инъекции ЦФ снижает выраженность (интенсивность) алопеции, а последующее введение аскорбигена способствует более интенсивному восстановлению волосяного покрова (Фиг. 1). Мышата полностью восстанавливали волосяной покров на 3-4 дня раньше животных контрольной группы (без введения аскорбигена).

Это было подтверждено морфологическими исследованиями. При микроскопическом изучении в группе положительного контроля (мыши, получившие ЦФ однократно внутрибрюшинно в дозе 100 мг/кг) в коже был найден ряд патологических изменений. Они выражались в истончении слоя эпидермиса, умеренном отеке и фрагментации коллегановых волокон дермы. В части волосяных фолликулов волос отсутствовал. При этом отдельные клетки матричного (камбиального) слоя и мышца, поднимающая волос, находились в состоянии атрофии.

У мышей, получавших аскорбиген до и после введения ЦФ, эпидермис был без признаков повреждения, отек дермы отсутствовал, структура коллагеновых волокон дермы и придатков кожи без особенностей. Клетки матричного слоя волосяного фолликула и мышца, поднимающая волос, не отличались от нормы.

Таким образом, применение аскорбигена в изученных дозе и режиме предотвращало развитие атрофических изменений в коже новорожденных мышей, возникающих под влиянием ЦФ.

В целом, представленные материалы подтверждают преимущества заявленного способа, а именно: возможность повышения неспецифической резистентности к инфекционным и токсическим агентам, позволяющего уменьшить риск развития тяжелого заболевания и ускорить выздоровление больных.

Источники информации

1. Диксон М. и Уэбб Э. Ферменты. М.: Мир, 1966, с.816.

2. Добрица В.П. и др. Современные иммуномодуляторы для клинического применения. Руководство для врачей. СПб.: Политехника, 2001, с.251 (прототип).

3. Кравченко Л.В., Авреньева Л.И., Гусева Г.В., Поздняков А.Л. и Тутельян В.А, БЭБиМ., 2001, т.131, с.544-547.

4. Муханов В.И., Ярцева И.В, Кикоть B.C., Володин Ю.Ю., Кустова И.Л., Лесная Н.А., Софьина З.П., Преображенская М.Н. Изучение аскорбигена и его производных. Биоорганическая химия, 1984, т. 10, №4, №6, с.554-559.

5. Преображенская М.Н., Королев А.М.. Индольные соединения в овощах семейства крестоцветных. Биоорганическая химия, 2000, т.26, №2, с.97-110.

6. Blijlevens N.M., Donnelly J.P. and B.E. de Pauw, Clin. Microb. Infect., 2001, v.7, suppl. 4, p.47.

7. Bonnesen C., Eggleston I.M. and Hayes J.D., Cancer Res., 2001., v.61, pp. 6120-6130.

8. Boyd J.N., Babish J.G. and Stoewsand G.S., Food Chem., Toxicol., 1982, v.2, pp. 47-50.

9. Bramwell В., Ferguson S., Scarlett N. and Macintosh A., Altem. Med. Rev., 2000, v.5, pp. 455-462.

10. Ettlinger M.G., Dateo G.P., Harrison B.W., Mabry T.J., Thompson C.P., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1961, v.47, pp. 1875-1880.

11. Graham S., Dayal H., Swanson M., Mittelman A. and Wilkinson G., J. Nat. Cancer Inst., 1978, v.61, p.p. 709-714.

12. Kiss G. and Neukom H., Helv Chim. Acta, 1966, v.49, pp. 989-992.

13. Preobrazhenskaya M.N., Bukhman V.M., Korolev A.M., Efimov S.A., Pharmacol. & Ther., 1994, v.60, pp. 301-313.

14. Prochaska Z., Sanda V. and Sorm F., Coil. Czech. Chem. Commun., 1957, v.22, p.333.

15. Sartori S., Trevisani L., Nielsen I., Tassinari D., Panzini I., Abbasciano V., J. Clin. Oncol., 2000, v.l8, p.463.

16. Sepkovic D.W., Bradlow H.L., Michnovicz J., Murtezani S., Levy I. and Osbome M.P., Steroids, 1994, v.59, pp. 318-323.

17. Stephensen P.U., Bonnesen C., Schaldach C., Andersen O., Bjeldanes L.F. and Vang O., Nutr. Cancer, 2000, v.36. pp. 112-121.

18. Stoewsand G.S., Babish J.B. and Wimberly B.C., J. Environ Path Toxic., 1978, v.2, pp. 399-406.

19. Wattenberg L.W., Cancer Res., 1983, v.43, (Suppl.), pp. 2448s-2453s.

20. Wattenberg L.W., Loub W.D., Lam L.K. and Speier J., Fed. Proc., 1975, v.35, pp. 1327-1331.